О введении принципа насыщающей дополнительности ферментативного процесса в методологию глубокой переработки растительного сырья

Введение: Биотехнологический подход к глубокой переработке растительного сырья с использованием ферментных препаратов позволяет эффективно использовать нативный биологический и/или технологический потенциал. Целевые компоненты сырья являются фрагментами молекулярных компонентов матрикса клеточных стенок с трудно устанавливаемой концентрацией целевых гликозидных связей, которая необходима для определения кинетических характеристик ферментных препаратов. 
Материалы и методы: Объектом исследования был негранулированный сухой немелассированный свекловичный жом, а также отечественные ферменты лиазного и гидролазного действия. В работе использован подход, основанный на аппроксимации экспериментальных данных с последующим определением горизонтальных асимптот. 
Цель: Обосновать адекватность применения косвенных показателей, таких как удельная электрическая проводимость, при оценке кинетических показателей ферментных препаратов лиазного и гидролазного действия. 
Результаты: Получен массив экспериментальных данных динамик удельной электрической проводимости от времени при обработке свекловичного жома ферментными препаратами в интервале концентраций от 0 до 0,8 %. В результате аппроксимации рассчитаны локальные пределы концентрации субстрата, выраженные в косвенных единицах. Предложен комплекс постулатов динамики системы «субстрат – ферментный препарат», на основании которого сформирован принцип насыщающей дополнительности ферментативного процесса, согласно которому локальный предел концентрации субстрата, достигаемый при данной концентрации фермента, составляет дробную часть некоторого глобального предела концентрации, который может быть полностью переведён в продукт посредством нескольких этапов, локальный предел продолжительности каждого из которых стремится к бесконечности. Экспериментально установлено, что в случае применения ферментных препаратов лиазного и гидролазного действия, рассчитанные локальные пределы концентрации субстрата монотонно увеличиваются при увеличении концентрации ферментного препарата, вырождаясь в горизонтальную асимптоту, соответствующую глобальному пределу концентрации субстрата, что подтверждает как сам принцип насыщающей дополнительности, так и следствия из него. Экспериментально установлена применимость малых концентраций ферментных препаратов (в пределах 0,1-0,2 %) и нескольких последовательных этапов для ферментативной трансформации субстрата в продукт. 
Выводы. В результате проведённых исследований был разработан принцип насыщающей дополнительности ферментативного процесса, позволяющий на основе экспериментальных данных по динамикам ферментативной трансформации обрабатываемого объекта ферментными препаратами в заданных концентрациях однозначно определить эффективную концентрацию целевого субстрата в условиях отсутствия определённости относительно её численного значения, либо невозможности прямого определения. Результирующее значение может быть использовано для установления кинетических характеристик ферментативного процесса, таких как Vmax и Km. Принцип насыщающей дополнительности применим в отношении гомоферментных препаратов лиазного и гидролазного действия и является составляющей дерева принятия решений для разработки технологий промышленного производства растительных полигликанов.

1. Болтовский, В.С. (2021). Ферментативный гидролиз растительного сырья: состояние и перспективы. Вес. Нац. акад. навук Беларусi. Сер. хiм. навук, 57(4):502-512. https://doi.org/10.29235/1561-8331-2021-57-4-502-512

2. Hennessey-Ramos, L., Murillo-Arango, W., Vasco-Correa, J., & Paz Astudillo, I.C. (2021). Enzymatic Extraction and Characterization of Pectin from Cocoa Pod Husks (Theobroma cacao L.) Using Celluclast® 1.5 L. Molecules, 9;26(5):1473. https://doi.org/10.3390%2Fmolecules26051473

3. Hassan, M.L., Berglund, L., Abou Elseoud, W.S. et al. (2021). Effect of pectin extraction method on properties of cellulose nanofibers isolated from sugar beet pulp. Cellulose, 28:10905–-10920. https://doi.org/10.1007/s10570-021-04223-9

4. Marjamaa, K., & Kruus, K. (2018). Enzyme biotechnology in degradation and modification of plant cell wall polymers. Physiol Plant, 164(1):106-118. https://doi.org/10.1111/ppl.12800

5. Barron, C., Devaux, M.F., Foucat, L. et al. (2021). Enzymatic degradation of maize shoots: monitoring of chemical and physical changes reveals different saccharification behaviors. Biotechnol Biofuels, 14:1. https://doi.org/10.1186/s13068-020-01854-1

6. Vitol, I.S., Igoryanova, N.A., & Meleshkina, E.P. (2019). Bioconversion of secondary products of processing of grain cereals crops. Food systems, 2(4):18-24. https://doi.org/10.21323/2618-9771-2019-2-4-18-24

7. Punekar, N.S. (2018). Henri-Michaelis-Menten Equation. In: ENZYMES: Catalysis, Kinetics and Mechanisms. Springer, Singapore. pp.155-176. https://doi.org/10.1007/978-981-13-0785-0_15

8. McDonald, A.G., & Tipton, K.F. (2022). Parameter Reliability and Understanding Enzyme Function. Molecules, 27(1):263. https://doi.org/10.3390/molecules27010263

9. Srinivasan, B. (2021), A guide to the Michaelis-Menten equation: steady state and beyond. FEBS J. https://doi.org/10.1111/febs.16124

10. Choi, B, Rempala, G.A., & Kim, J.K. (2017). Beyond the Michaelis-Menten equation: Accurate and efficient estimation of enzyme kinetic parameters. Sci Rep., 7(1):17018. https://doi.org/10.1038%2Fs41598-017-17072-z

11. Andersen, M., Kari, J., Borch, K., & Westh, P. (2018). Michaelis-Menten equation for degradation of insoluble substrate. Mathematical Biosciences, 296:93-97. https://doi.org/10.1016/j.mbs.2017.11.011

12. Saganuwan, S.A. (2021). Application of modified Michaelis-Menten equations for determination of enzyme inducing and inhibiting drugs. BMC Pharmacol Toxicol 22:57. https://doi.org/10.1186/s40360-021-00521-x

13. Schnell, S. (2014), Validity of the Michaelis-Menten equation – steady-state or reactant stationary assumption: that is the question. FEBS J, 281: 464-472. https://doi.org/10.1111/febs.12564

14. Zhang, B., Gao, Y., Zhang, L., & Zhou, Y. (2021). The plant cell wall: Biosynthesis, construction, and functions. J. Integr. Plant Biol., 63:251-272. https://doi.org/10.1111/jipb.13055

15. Houston, K., Tucker, M.R., Chowdhury, J., Shirley, N., & Little, A. (2016). The Plant Cell Wall: A Complex and Dynamic Structure As Revealed by the Responses of Genes under Stress Conditions. Front. Plant Sci., 7:984. https://doi.org/10.3389/fpls.2016.00984

16. Yilmaz, N., Kodama, Y., & Numata, K. (2020). Revealing the Architecture of the Cell Wall in Living Plant Cells by Bioimaging and Enzymatic Degradation. Biomacromolecules, 21:95-103. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.9b00979

17. Rytioja, J., Hildén, K., Yuzon, J., Hatakka, A., de Vries, R.P., & Mäkelä, M.R. (2014). Plant-Polysaccharide-Degrading Enzymes from Basidiomycetes. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 78(4):614-649. https://doi.org/10.1128/MMBR.00035-14

18. Zhao, Y., Man, Y., Wen, J., Guo, Y., & Lin, J. (2019). Advances in Imaging Plant Cell Walls. Trends in Plant Science, 24(19):867-878. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2019.05.009

19. Holland, C., Ryden, P., Edwards, C.H., & Grundy, M.M.-L. (2020). Plant Cell Walls: Impact on Nutrient Bioaccessibility and Digestibility. Foods, 9:201. https://doi.org/10.3390/foods9020201

20. Carpita, N.C., & Mccann, M.C. (2020). Redesigning plant cell walls for the biomass-based bioeconomy. Journal of Biological Chemistry, 295(44):15144–15157. https://doi.org/10.1074/jbc.REV120.014561.

21. Sista Kameshwar, A.K., & Qin, W. (2018). Structural and functional properties of pectin and lignin-carbohydrate complexes de-esterases: a review. Bioresour. Bioprocess., 5:43. https://doi.org/10.1186/s40643-018-0230-8

22. Phyo, P., Gu, Y., & Hong, M. (2019). Impact of acidic pH on plant cell wall polysaccharide structure and dynamics: insights into the mechanism of acid growth in plants from solid-state NMR. Cellulose, 26:291-304. https://doi.org/10.1007/s10570-018-2094-7

23. Haas, K.T., Wightman, R., Peaucelle, A., & Höfte, H. (2021). The role of pectin phase separation in plant cell wall assembly and growth. The Cell Surface, 7:100054. https://doi.org/10.1016/j.tcsw.2021.100054

24. Shin, Y., Chane, A., Jung, M., & Lee, Y. (2021). Recent Advances in Understanding the Roles of Pectin as an Active Participant in Plant Signaling Networks. Plants., 10(8):1712. https://doi.org/10.3390/plants10081712

25. He, Q., Yang, J., Zabotina, O.A., & Yu, C. (2021). Surface-enhanced Raman spectroscopic chemical imaging reveals distribution of pectin and its co-localization with xyloglucan inside onion epidermal cell wall. PLoS ONE 16(5):e0250650. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0250650

26. Szerement, J., & Szatanik-Kloc, A. (2022). Cell-wall pectins in the roots of Apiaceae plants: adaptations to Cd stress. Acta Physiol Plant, 44:53. https://doi.org/10.1007/s11738-022-03386-7

27. Benz J.Ph., Chau B.H., Zheng D., Bauer S., Glass N.L., & Somerville Ch.R. (2014). A comparative systems analysis of polysaccharide-elicited responses in Neurospora crassa reveals carbon source-specific cellular adaptations. Molecular Microbiology, 91(2):275-299. https://doi.org/10.1111/mmi.12459

28. Seltman, Y.J. (2018). Experimental Design and Analysis. Pittsburgh: Carnegie Mellon University. 414 p. https://www.stat.cmu.edu/~hseltman/309/Book/Book.pdf.

29. Kondratenko, V.V., Kondratenko, T.Yu., Petrov, A.N., & Belozerov, G.A.. (2020). Assessing protopectin transformation potential of plant tissue using a zoned criterion space. Foods and Raw Materials, 8(2):348-361. http://doi.org/10.21603/2308-4057-2020-2-348-361.

30. Kondratenko, V.V., Kondratenko, T.Yu., & Petrov, A.N. (2021). Directed homoenzymatic fragmentation of the plant protopectin complex: Assessment criteria. Foods and Raw Materials, 9(2):254-261. https://doi.org/10.21603/2308-4057-2021-2-254-261.