Оценка возможности использования сверхкритической углекислотной экстракции при комплексной переработке морских водорослей

Введение: Водоросли представляют собой ценный источник разнообразных биологически активных веществ (БАВ), которые широко применяются в медицине, пищевой промышленности, косметологии и других областях, благодаря своим антиоксидантным, противовоспалительным и иммуномодулирующим свойствам. Несмотря на значительный потенциал водорослей в настоящее время отсутствуют комплексные технологические решения, обеспечивающие максимальное извлечение БАВ из данного вида сырья с использованием углекислотной экстракции, а также не имеется информации о химическом составе и биологической активности водорослевых СО2-экстрактов. Разработка новых подходов, включающих оптимизацию процессов извлечения БАД, станет ключевым фактором для повышения эффективности использования водорослей и расширения областей их применения.

Цель: Провести оценку возможности последовательного использования СО2- и водной экстракций с целью получения при комплексной переработке водорослей-макрофитов полисахаридов, которые используются в пищевой промышленности в качестве загустителей и гелеобразователей, а также СО2-экстрактов содержащие в своем составе вещества обладающие биологической активностью.

Материалы и методы: Для получения экстрактов использовали бурые и красные водоросли видов Ascophyllum nodosum, Fucus distichus, F. vesiculosus, Ahnfeltia plicata, A. tobuchiensis, Vertebrata fucoides. Получение СО2-экстрактов водорослей осуществляли на установке КОЭРС1. Сравнение состава, антимикробных и антиоксидантных свойств СО2-экстрактов проводили в сравнение со спиртовыми и эфирными экстрактами водорослей. Анализ состава экстрактов водорослей осуществляли с использованием современного аналитического оборудования (газового хромато-масс-спектрометра Shimadzu GCMS-TQ 8040, газового хроматографа Agilent 8890GC System Custom, спектрофотометра Cary 3500 Compact UV-Vis) с использованием общепринятых методик. Антимикробные свойства водорослевых экстрактов тестировали в отношении Salmonella abony, Candida albicans, Proteus vulgaris, Enterococcus faecalis, Staphylococcus aureus, Listeria monocytogenes, Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli с использованием диско-диффузионного метода. Оценку антиоксидантной активности проводили в соответствии с патентом РФ № 2170930. Выделение полисахаридов из водорослей и шрота, образующегося после СО2-экстракции, проводили путем их водного экстрагирования при температурах 98 и 120°С в нейтральной и щелочной среде.   

Результаты: На состав полученных СО2-экстрактов водорослей оказывает большее влияние условия экстракции, нежели чем вид используемой водоросли. По качественному составу СО2-экстракты бурых и красных водорослей-макрофитов отличаются в основном только по двум компонентам гамма-ситостерол и cтигмаста-5,24(28)-диен-3-ол, (3.бета.,24Z). Водорастворимые полисахариды, полученные из водорослевого шрота, по своим физико-химическим характеристикам практически не отличались от тех, что были выделены непосредственно из водорослей. 

Выводы: Доказана возможность последовательного использования СО2- и водной экстракций для извлечения БАВ и полисахаридов при комплексной переработке водорослей.

1. Березина, М.О. (2024). Состояние запасов и перспективы использования водорослей Белого моря. Материалы Международной научно-практической конференции (c. 66-69). М.: Изд-во ВНИРО.

2. Евсеева, Н. В., Матюшкин, В. Б., Березина, М. О., Мельник, Р. А., Левицкий, А. Л., Власов, Д. О., Саенко, Е. М., Жильцова, Л. В., Белый, М. Н., Дуленин, А. А., Прохорова, Н. Ю., Сологуб, Д. О., Ботнев Д. А. (2024). Состояние ресурсов и промысел водорослей и морских трав в морях России в 2000–2020 гг. ТРУДЫ ВНИРО, 195(1), 232-248. https://doi.org/10.36038/2307-3497-2024-195-232-248

3. Игнатова, Т. А., Подкорытова, А. В., Евсеева, Н. В., Баскакова, Ю. А., & Мулянова, М. П. (2023). Красные водоросли Белого моря: оценка их потенциала как сырья для получения фармацевтических субстанций антимикробного действия. Рыбохозяйственный комплекс России: проблемы и перспективы развития. Материалы I Международной научно-практической конференции (c. 353-358). М.: Изд-во ВНИРО.

4. Игнатова, Т. А., & Подкорытова, А. В. (2022). Управление качеством гелеобразующих полисахаридов, экстрагируемых из Ahnfeltia plicata Белого моря. Современные проблемы и перспективы развития рыбохозяйственного комплекса: материалы Х международной научно-практической конференции молодых учёных и специалистов (c. 331-333). М.: Изд-во ВНИРО.

5. Кейтс, М. (1975). Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов. M: Издательство «МИР».

6. Миронов О. А., Миронов О. Г., & Муравьева И. П. (2021). Содержание липидов в макрофитах разных районов прибрежной акватории Севастополя (Чёрное море). Труды Карадагской научной станции им. Т.И. Вяземского - природного заповедника РАН, 6(1), 17-23. https://doi.org/10.21072/eco.2021.17.02

7. Наумов, И. А., Буркова, Е. А., Канарская, З. А., & Канарский, А. В. (2015). Водоросли - источник биополимеров, биологически активных веществ и субстрат в биотехнологии. Часть 1. Биополимеры клеток тканей водорослей. Вестник Технологического университета, 18(1), 184-188.

8. Подкорытова, А. В., & Игнатова, Т. А. (2022). Морские красные водоросли – неиссякаемый источник биологически активных веществ, для медицины и фармацевтики. Труды ВНИРО, 188, 151-165. https://doi.org/10.36038/2307-3497-2022-188-151-165

9. Рубчевская, Л. П., Ушанова, В. М., & Журавлева, Л. Н. (2005). Биологически активные вещества углекислотных и пропан-бутановых экстрактов древесной зелени. Российский Химический журнал, XLVIII(3), 80-83. https://doi.org/10.6060/rcj.2025691.1

10. Хотимченко, С. В., & Гусарова, И. С. (2004). Красные водоросли залива Петра Великого как источник арахидоновой и эйкозапентаеновой кислот. Биологич моря, 30(3), 215-218.

11. Чупахина Г. Н., Масленников П. В., Скрыпник Л. Н., Чупахина Н. Ю., & Федураев П. В. (2016). Антиоксидантные свойства культурных растений Калининградской области. Калининград: Балтийский федеральный университет имени Иммануила Канта.

12. Balk, E., Chung, M., Lichtenstein, A., Chew, P., Kupelnick, B., Lawrence, A., DeVine, D., & Lau, J. (2004). Effects of omega-3 fatty acids on cardiovascular risk factors and intermediate markers of cardiovascular disease. Evidence Report Technology Assessment, 93, 1–6.

13. Capriotti, K., & Capriotti, J. A. (2012). Dimethyl sulfoxide: History, chemistry, and clinical utility in dermatology. Journal of Clinical and Aesthetic Dermatology, 5(9), 24-6.

14. Cárdeno, A., Aparicio-Soto, M., Montserrat-de la Paz, S., Bermudez, B., Muriana, F. J. G., & Alarcón-de-la-Lastra, C. (2015). Squalene targets pro- and anti-inflammatory mediators and pathways to modulate over-activation of neutrophils, monocytes and macrophages. Journal of Functional Foods, 14, 779-790. http://dx.doi.org/10.1016/j.jff.2015.03.009

15. Cheung, P. C. K., Leung, A. Y. H., & Ang, P. O. (1998). Comparison of supercritical carbon dioxide and soxhlet extraction of lipids from a brown seaweed, Sargassum hemiphyllum (Turn.) C. Ag. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 46, 4228. https://doi.org/10.1021/JF980346H

16. Cid, U., Rodríguez-Seoane, P., Díaz-Reinoso, B., & Domínguez, H. (2021). Extraction of fatty acids and phenolics from Mastocarpus stellatus using pressurized green solvents. Marine Drugs, 19, 453. https://doi.org/10.3390/md19080453

17. Georgiopoulou, I., Tzima, S., Louli, V., & Magoulas, K. (2022). Supercritical CO2 extraction of high-added value compounds from chlorella vulgaris: experimental design, modelling and optimization. Molecules, 27, 5884. https://doi.org/10.3390/molecules27185884

18. Gonzalez-Rivera, M., Barragan-Galvez, J. C., Gasca-Martínez, D., Hidalgo-Figueroa, S., Isiordia-Espinoza, M., & Alonso-Castro, A. J. (2023). In Vivo neuropharmacological effects of neophytadiene. Molecules, 28, 3457. https://doi.org/10.3390/molecules28083457

19. Holdt, S. L., Kraan, S. (2011). Bioactive compounds in seaweed: functional food applications and legislation. Journal of Applied Phycology, 23, 543–597. https://doi.org/10.1007/s10811-010-9632-5

20. Jung, J. Y., Kwon, H. H., Hong, J. S., Yoon, J. Y., Park, M. S., Jang, M. Y., & Suh, D. H. (2014). Effect of dietary supplementation with omega-3 fatty acid and gamma-linolenic acid on acne vulgaris: A randomised, double-blind, controlled trial. Acta Dermato-Venereologica, 94, 521–525. https://doi.org/10.2340/00015555-1802

21. Kumari, P., Kumar, M., Reddy, C. R. K., & Jha, B. (2013). Algal lipids, fatty acids and sterols. In functional ingredients from algae for foods and nutraceuticals (pp. 87–134). Woodhead Publishing Limited. http://dx.doi.org/10.1533/9780857098689

22. Lee, Y. S., Shin, K. H., Kim, B-K,& Lee, S. (2004). Anti-diabetic activities of fecosterol from Pelvetia siliquosa. Archives Pharmacal Research, 27, 1120-1122. https://doi.org/10.1007/bf02975115

23. Li, Y., Naghdi, F. G., Garg, S., Adarme-Vega, T. C., Thurecht, K. J., Ghafor, W. A., Tannock, S., & Schenk, P. M. (2014). A comparative study: the impact of different lipid extraction methods on current microalgal lipid research. Microbial Cell Factories, 13, 14. https://doi.org/10.1186/1475-2859-13-14

24. Lorenzen, J., Igl, N., Tippelt, M., Stege, A., Qoura, F., Sohling, U., & Brück, T. (2017). Extraction of microalgae derived lipids with supercritical carbon dioxide in an industrial relevant pilot plant. Bioprocess and Biosystems Engineering, 40, 911–918. https://doi.org/10.1007/s00449-017-1755-5

25. Machmudah, S., Diono, W., Kanda, H., & Goto, M. (2018). Supercritical fluids extraction of valuable compounds from algae: Future perspectives and challenges. Engineering Journal, 22(5), 13-30. http://dx.doi.org/10.4186/ej.2018.22.5.13

26. Mendes, R. L., Nobre, B. P., Cardoso, M. T., Pereira, A. P., & Palavra, A. F. (2003). Supercritical carbon dioxide extraction of compounds with pharmaceutical importance from microalgae. Inorganica Chimica Acta, 356, 328-334. https://doi.org/10.1016/S0020-1693(03)00363-3

27. Mercer, P., Armenta, R. E. (2011). Development in oil extraction from microalgae. European Journal of Lipid Science and Technology, 113(5), 539 – 547. https://doi.org/10.1002/EJLT.201000455

28. Metzger, P., & Largeau, C. (2004). Botryococcus braunii: A rich source for hydrocarbons and related ether lipids. Applied Microbiology and Biotechnology, 66(5), 486-96. https://doi.org/10.1007/s00253-004-1779-z

29. Obeid, S., Beaufilsa, N., Camyd, S., Takache, H., Ismail, A., & Pontalier, P.-Y. (2018). Supercritical carbon dioxide extraction and fractionation of lipids from freeze-dried microalgae Nannochloropsis oculata and Chlorella vulgaris. Algal Research, 34, 49-56. https://doi.org/10.1016/j.algal.2018.07.003

30. Ota, M., Watanabe, H., Kato, Y., Watanabe, M., Sato, Y., Smith, R. L., & Inomata, H. (2009). Carotenoid production from Chlorococcum littorale in photoautotrophic cultures with downstream supercritical fluid processing. Journal of Separation Science, 32, 2327–2335, https://doi.org/10.1002/jssc.200900154

31. Pereira, H., Barreira, L., Figueiredo, F., Custódio, L., Vizetto-Duarte, C., Polo, C., Rešek, E., Engelen, A., & Varela, J. (2012). Polyunsaturated fatty acids of marine macroalgae: Potential for nutritional and pharmaceutical applications. Marine Drugs, 10, 1920–1935. https://doi.org/10.3390/md10091920

32. Pour Hosseini, S. R., Tavakoli O., & Sarrafzadeh M. H. (2017). Experimental optimization of SC-CO2extraction of carotenoids from Dunaliella salina. The Journal of Supercritical Fluids, 121, 89–95. https://doi.org/10.1016/j.supflu.2016.11.006

33. Prafulla, D. P., Kodanda, P. R. D., Wang, J., Deng, Q., & Deng, S. (2018). Extraction of bio-oils from algae with supercritical carbon dioxide and co-solvents. The Journal of Supercritical Fluids, 135, 60-68. https://doi.org/10.1016/j.supflu.2017.12.019

34. Sajilata, M. G., Singhal, R. S., & Kamat, M. Y. (2008). Supercritical CO2 extraction of γ-linolenic acid (GLA) from Spirulina platensis ARM 740 using response surface methodology. Journal of Food Engineering, 84, 321–26. https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2007.05.028

35. Santana, А. S., Jesus, M. A., Larrayoz, M. A., & Filho R. M. (2012). Supercritical carbon dioxide extraction of algal lipids for the biodiesel production. Procedia Engineering, 42, 1755 – 1761. https://doi.org/10.1016/j.proeng.2012.07.569

36. Schacky, C. V. (2008). Omega-3 fatty acids: antiarrhythmic, proarrhythmic or both? Current Opinion in Clinical Nutrition and Metabolic Care, 11(2), 94–99. https://doi.org/10.1097/mco.0b013e3282f44bdf

37. Schuhmann, H., Lim, D. K. Y., & Schenk, P. M. (2012). Perspectives on metabolic engineering for increased lipid contents in microalgae. Biofuels, 3, 1-86. https://doi.org/10.4155/bfs.11.147

38. Sholokhova, A. Y., Matyushin, D. D., Grinevich O. I., Borovikova, S. A., & Buryak, A. K. (2023). Intelligent workflow and software for non-target analysis of complex samples using a mixture of toxic transformation products of unsymmetrical dimethylhydrazine as an example. Molecules, 28(8), 3409. https://doi.org/10.3390/molecules28083409

39. Terme, N., Boulho, R., Kucma, J.-P., Bourgougnon, N., & Gilles, B. (2018). Radical scavenging activity of lipids from seaweeds isolated by solid-liquid extraction and supercritical fluids. Oilseeds and Fats, Crops and Lipids, 25(5), D505. https://doi.org/10.1051/ocl/2018054

40. Thomsen, B. J., Chow, E. Y., & Sapijaszko, M. J. (2020). The potential uses of omega-3 fatty acids in dermatology: A review. Journal of Cutaneous Maedicine and Surgery, 24, 481–494. https://doi.org/10.1177/1203475420929925

41. Wang, L., Pan, B., Sheng, J., Xu, J., & Hu, Q. (2007). Antioxidant activity of Spirulina platensis extracts by supercritical carbon dioxide extraction. Food Chemistry, 105, 36-41. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2007.03.054