Функциональные свойства гидролизатов белков рапса: систематический обзор биологической активности и областей применения
https://doi.org/10.36107/spfp.2025.2.656
Аннотация
Введение: Растительные масла широко применяются в различных отраслях промышленности, что стимулирует рост производства масличных культур. Особенно быстро расширяются посевы рапса, по которому Россия входит в десятку мировых лидеров. При этом побочные продукты переработки рапса (жмыхи и шроты), содержащие более 40% белка, остаются недооцененным ресурсом для получения белковых препаратов. Исследование гидролизатов рапсового белка, содержащих биологически активные пептиды, представляет особый интерес для пищевой, кормовой и фармацевтической промышленности.
Цель: Провести обобщение и систематизацию актуальных научных данных о гидролизатах рапсового белка, охватывая технологии их получения, выявленные биологические свойства и возможные области применения. В рамках анализа отдельный акцент сделан на исследованиях, описывающих пептиды с антиоксидантной, антимикробной, антигипертензивной, DPP-IV-ингибирующей и противоопухолевой активностью.
Материалы и методы: В основу систематического обзора положен анализ научных публикаций, опубликованных в период с 2014 по 2025 год в рецензируемых журналах, индексируемых в международных и национальных базах данных. Источники были отобраны с использованием поисковых систем Google Scholar, PubMed, ScienceDirect, SpringerLink и РИНЦ. Критерии включения охватывали тематическую релевантность, наличие научной новизны, а также публикацию в изданиях, входящих в признанные индексы научного цитирования. В обзор включены как экспериментальные исследования, выполненные in vitro и in vivo, так и работы, основанные на методах in silico моделирования. Процесс идентификации, отбора, систематизации и анализа источников представлен с использованием диаграммы PRISMA.
Результаты: Установлено, что гидролизаты рапсового белка могут служить ценными функциональными ингредиентами в пищевых продуктах, кормах для аквакультуры и источниками биоактивных соединений. Обсуждается влияние методов гидролиза на их функционально-технологические свойства, а также потенциал замены традиционных белковых компонентов. Выделены перспективные направления дальнейших исследований, включая применение новых ферментных препаратов и биоинформационных подходов для идентификации биологически активных пептидов.
Выводы: Гидролизаты рапсового белка обладают значительным потенциалом для использования в различных отраслях промышленности. Дальнейшие исследования должны быть направлены на оптимизацию методов их получения, углубленное изучение механизмов биологической активности и расширение областей практического применения. Разработка новых технологий переработки рапсового белка может способствовать созданию инновационных продуктов с улучшенными функциональными свойствами.
Ключевые слова
Об авторах
Ирина Михайловна ЧернухаРоссия
Главный научный сотрудник ФГБНУ «ФНЦ пищевых систем им. В.М. Горбатова» РАН, Экспериментальная клиника – лаборатория биологически активных веществ животного происхождения,
SPIN-код: 3423-3754
Сергей Леонидович Тихонов
Россия
Профессор, Зав. кафедрой пищевой инженерии аграрного производства, ФГБОУ ВО «Уральский государственный аграрный университет», SPIN-код: 4649-8616
Иван Александрович Дегтярев
Россия
Аспирант кафедры биотехнологии и биоорганического синтеза ФГБОУ ВО Российский биотехнологический университет (РОСБИОТЕХ),
SPIN-код: 9200-9527
Иван Андреевич Фоменко
Россия
Доцент кафедры биотехнологии и биоорганического синтеза ФГБОУ ВО Российский биотехнологический университет (РОСБИОТЕХ),
SPIN-код: 5861-2838
Илья Александрович Детинкин
Россия
Магистр кафедры биотехнологии и биоорганического синтеза ФГБОУ ВО Российский биотехнологический университет (РОСБИОТЕХ),
SPIN-код: 4596-4802
Список литературы
1. Гончаров, С. В., & Горлова, Л. А. (2018). Масличные культуры: новые вызовы и тенденции их развития. Масличные культуры, 2(174), 96-100. https://doi.org/10.220/212-608Х-201-2-1-100
2. Горлова, Л. А., Бочкарева, Э. Б., Сердюк, В. В., & Ефименко, С. Г. (2017). Направления и результаты селекции рапса и сурепицы во ВНИИМК. Известия Тимирязевской сельскохозяйственной академии, (2), 20-33.
3. Зинченко, Д. В., Муранова, Т. А., Меланьина, Л. А., & Мирошников, А. И. (2019). Гидролиз белков сои и рапса экстрактом из пилорических придатков трески. Прикладная биохимия и микробиология, 55(2), 172-180. https://doi.org/10.1134/S0555109919020181
4. Зинченко, Д. В., Муранова, Т. А., Меланьина, Л. А., Белова, Н. А., & Мирошников, А. И. (2018). Гидролиз белков сои и рапса ферментным препаратом протосубтилин. Прикладная биохимия и микробиология, 54(3), 277-285. https://doi.org/10.7868/S0555109918030066
5. Зыбалов, В. С. (2019). Яровой рапс-культура больших возможностей на Южном Урале. АПК России, 26(5), 755.
6. Кудинова, М. Г., Шевчук, Н. А., Корнева, Г. В., Захарова, Е. В., & Горбатко, Е. С. (2023). Экономическая эффективность производства рапса, как высокомаржинальной культуры региона, и роль SWOT-анализа в его научно-технологическом форсайте. Инновации и инвестиции, (2), 202-209.
7. Поморова, Ю. Ю., Пятовский, В. В., Бескоровайный, Д. В., & Болховитина, Ю. С. (2019). Характеристика, методы выделения белковой фракции семян основных масличных культур (обзор). Масличные культуры, 4(180), 161-169. https://doi.org/10.25230/2412-608Х-2019-4-180-161-169.
8. Alashi, A. M., Blanchard, C. L., Mailer, R. J., Agboola, S. O., Mawson, J. A., & Aluko, R. E. (2018). Influence of enzymatic hydrolysis, pH and storage temperature on the emulsifying properties of canola protein isolate and hydrolysates. International Journal of Food Science & Technology, 53(10), 2316-2324. https://doi.org/10.1111/ijfs.13823
9. Arrutia, F., Binner, E., Williams, P., & Waldron, K. W. (2020). Oilseeds beyond oil: Press cakes and meals supplying global protein requirements. Trends in Food Science & Technology, 100, 88-102. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2020.03.044
10. Beaubier, S., Durand, E., Lenclume, C., Fine, F., Aymes, A., Framboisier, X., Kapel, R. & Villeneuve, P. (2023). Chelating peptides from rapeseed meal protein hydrolysates: identification and evaluation of their capacity to inhibit lipid oxidation. Food Chemistry, 422, 136187. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2023.136187
11. Beaubier, S., Pineda-Vadillo, C., Mesieres, O., Framboisier, X., Galet, O., & Kapel, R. (2023). Improving the in vitro digestibility of rapeseed albumins resistant to gastrointestinal proteolysis while preserving the functional properties using enzymatic hydrolysis. Food Chemistry, 407, 135132. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.135132
12. Bermejo-Cruz, M., Osorio-Ruiz, A., Rodríguez-Canto, W., Betancur-Ancona, D., Martínez-Ayala, A., & Chel-Guerrero, L. (2023). Antioxidant potential of protein hydrolysates from canola (Brassica napus L.) seeds. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 50, 102687.Bermejo-Cruz, M., Osorio-Ruiz, A., Rodríguez-Canto, W., Betancur-Ancona, D., Martínez-Ayala, A., & Chel-Guerrero, L. (2023). Antioxidant potential of protein hydrolysates from canola (Brassica napus L.) seeds. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 50, 102687. https://doi.org/10.1016/j.bcab.2023.102687
13. Betchem, G., Dabbour, M., Tuly, J. A., Lu, F., Liu, D., Monto, A. R., Dusabe, K. D. & Ma, H. (2024). Effect of magnetic field‐assisted fermentation on the in vitro protein digestibility and molecular structure of rapeseed meal. Journal of the Science of Food and Agriculture, 104(7), 3883-3893. https://doi.org/10.1002/jsfa.13269
14. Canistro, D., Vivarelli, F., Ugolini, L., Pinna, C., Grandi, M., Antonazzo, I. C., Cirillo S., Sapone A., Cint S.i, Lazzeri L., Conte E. & Biagi, G. (2017). Digestibility, toxicity and metabolic effects of rapeseed and sunflower protein hydrolysates in mice. Italian Journal of Animal Science, 16(3), 462-473. https://doi.org/10.1080/1828051X.2017.1298410
15. Chabanon, G., Chevalot, I., Framboisier, X., Chenu, S., & Marc, I. (2007). Hydrolysis of rapeseed protein isolates: Kinetics, characterization and functional properties of hydrolysates. Process Biochemistry, 42(10), 1419-1428. https://doi.org/10.1016/j.procbio.2007.07.009
16. Chmielewska, A., Kozłowska, M., Rachwał, D., Wnukowski, P., Amarowicz, R., Nebesny, E., & Rosicka-Kaczmarek, J. (2021). Canola/rapeseed protein–nutritional value, functionality and food application: a review. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 61(22), 3836-3856. https://doi.org/10.1080/10408398.2020.1809342
17. Daroit, D. J., & Brandelli, A. (2021). In vivo bioactivities of food protein-derived peptides - A current review. Current Opinion in Food Science, 39, 120-129. https://doi.org/10.1016/j.cofs.2021.01.002
18. Daszkiewicz, T. (2022). Food production in the context of global developmental challenges. Agriculture, 12(6), 832. https://doi.org/10.3390/agriculture12060832
19. Duan, X., Dong, Y., Zhang, M., Li, Z., Bu, G., & Chen, F. (2023). Identification and molecular interactions of novel ACE inhibitory peptides from rapeseed protein. Food Chemistry, 422, 136085. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2023.136085
20. Duan, X., Zhang, M., & Chen, F. (2021). Prediction and analysis of antimicrobial peptides from rapeseed protein using in silico approach. Journal of Food Biochemistry, 45(4), e13598. https://doi.org/10.1111/jfbc.13598
21. Durand, E., Beaubier, S., Fine, F., Villeneuve, P., & Kapel, R. (2021). High metal chelating properties from rapeseed meal proteins to counteract lipid oxidation in foods: controlled proteolysis and characterization. European Journal of Lipid Science and Technology, 123(6), 2000380. https://doi.org/10.1002/ejlt.202000380
22. Ebrahimnezhadarabi, M. R., Changizi, R., Hoseinifard, S. M., Vatandoust, S., & Ghobadi, S. (2021). Research Article Effects of canola protein hydrolysate (CPH) on growth performance, blood biochemistry, immunity, and gastrointestinal microbiota of beluga (Huso huso) juveniles. Iranian Journal of Fisheries Sciences, 20(4), 1165-1178. https://doi.org/10.22092/ijfs.2021.124567
23. Etemadian, Y., Ghaemi, V., Shaviklo, A. R., Pourashouri, P., Mahoonak, A. R. S., & Rafipour, F. (2021). Development of animal/plant-based protein hydrolysate and its application in food, feed and nutraceutical industries: State of the art. Journal of Cleaner Production, 278, 123219. https://doi.org/10.1016/j.jclepro.2020.123219
24. Ferrero, R. L., Soto-Maldonado, C., Weinstein-Oppenheimer, C., Cabrera-Muñoz, Z., & Zúñiga-Hansen, M. E. (2021). Antiproliferative rapeseed defatted meal protein and their hydrolysates on MCF-7 breast cancer cells and human fibroblasts. Foods, 10(2), 309. https://doi.org/10.3390/foods10020309
25. Fetzer, A., Herfellner, T., Stäbler, A., Menner, M., & Eisner, P. (2018). Influence of process conditions during aqueous protein extraction upon yield from pre-pressed and cold-pressed rapeseed press cake. Industrial Crops and Products, 112, 236-246. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2017.12.011
26. Fetzer, A., Müller, K., Schmid, M., & Eisner, P. (2020). Rapeseed proteins for technical applications: Processing, isolation, modification and functional properties - A review. Industrial Crops and Products, 158, 112986. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2020.112986
27. Gerzhova, A., Mondor, M., Benali, M., & Aider, M. (2016). Study of total dry matter and protein extraction from canola meal as affected by the pH, salt addition and use of zeta-potential/turbidimetry analysis to optimize the extraction conditions. Food Chemistry, 201, 243-252. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2016.01.074
28. Grossi, G., Goglio, P., Vitali, A., & Williams, A. G. (2019). Livestock and climate change: Impact of livestock on climate and mitigation strategies. Animal Frontiers, 9(1), 69-76. https://doi.org/10.1093/af/vfy034
29. Halmemies-Beauchet-Filleau, A., Rinne, M., Lamminen, M., Mapato, C., Ampapon, T., Wanapat, M., & Vanhatalo, A. (2018). Alternative and novel feeds for ruminants: Тutritive value, product quality and environmental aspects. Animal, 12(s2), s295-s309. https://doi.org/10.1017/S1751731118002252
30. Han, R., Álvarez, A. J. H., Maycock, J., Murray, B. S., & Boesch, C. (2021). Comparison of alcalase-and pepsin-treated oilseed protein hydrolysates - Experimental validation of predicted antioxidant, antihypertensive and antidiabetic properties. Current Research in Food Science, 4, 141-149. https://doi.org/10.1016/j.crfs.2021.03.001
31. Han, R., Maycock, J., Murray, B. S., & Boesch, C. (2019). Identification of angiotensin converting enzyme and dipeptidyl peptidase-IV inhibitory peptides derived from oilseed proteins using two integrated bioinformatic approaches. Food Research International, 115, 283-291. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2018.12.015
32. He, R., Girgih, A. T., Malomo, S. A., Ju, X., & Aluko, R. E. (2013). Antioxidant activities of enzymatic rapeseed protein hydrolysates and the membrane ultrafiltration fractions. Journal of Functional Foods, 5(1), 219-227. https://doi.org/10.1016/j.jff.2012.10.008
33. He, R., Girgih, A. T., Rozoy, E., Bazinet, L., Ju, X. R., & Aluko, R. E. (2016). Selective separation and concentration of antihypertensive peptides from rapeseed protein hydrolysate by electrodialysis with ultrafiltration membranes. Food Chemistry, 197, 1008-1014. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.11.081
34. He, R., Malomo, S. A., Alashi, A., Girgih, A. T., Ju, X., & Aluko, R. E. (2013). Purification and hypotensive activity of rapeseed protein-derived renin and angiotensin converting enzyme inhibitory peptides. Journal of Functional Foods, 5(2), 781-789. https://doi.org/10.1016/j.jff.2013.01.024
35. He, R., Malomo, S. A., Girgih, A. T., Ju, X., & Aluko, R. E. (2013). Glycinyl-histidinyl-serine (GHS), a novel rapeseed protein-derived peptide has blood pressure-lowering effect in spontaneously hypertensive rats. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 61(35), 8396-8402. https://doi.org/10.1021/jf400865m
36. He, R., Yang, Y. J., Wang, Z., Xing, C. R., Yuan, J., Wang, L. F., Udenigwe, С. & Ju, X. R. (2019). Rapeseed protein-derived peptides, LY, RALP, and GHS, modulates key enzymes and intermediate products of renin–angiotensin system pathway in spontaneously hypertensive rat. NPJ Science of Food, 3(1), 1. https://doi.org/10.1038/s41538-018-0033-5
37. Ibáñez, M. A., De Blas, C., Cámara, L., & Mateos, G. G. (2020). Chemical composition, protein quality and nutritive value of commercial soybean meals produced from beans from different countries: A meta-analytical study. Animal Feed Science and Technology, 267, 114531. https://doi.org/10.1016/j.anifeedsci.2020.114531
38. Ji, T., Xu, G., Wu, Y., Wang, Y., Xiao, C., Zhang, B., Xu B. & Xu, F. (2024). Amelioration of type 2 diabetes mellitus using rapeseed (Brassica napus)-derived peptides through stimulating calcium-sensing receptor: Effects on glucagon-like peptide-1 secretion and hepatic lipid metabolism. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 72(43), 23804-23818. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.4c03987
39. Kaiser, F., Harbach, H., & Schulz, C. (2022). Rapeseed proteins as fishmeal alternatives: A review. Reviews in Aquaculture, 14(4), 1887-1911. https://doi.org/10.1111/raq.12678
40. Kaiser, F., Harloff, H. J., Tressel, R. P., Kock, T., & Schulz, C. (2021). Effects of highly purified rapeseed protein isolate as fishmeal alternative on nutrient digestibility and growth performance in diets fed to rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquaculture Nutrition, 27(5), 1352-1362. https://doi.org/10.1111/anu.13273
41. Kaugarenia, N., Beaubier, S., Durand, E., Aymes, A., Villeneuve, P., Lesage, F., & Kapel, R. (2022). Optimization of selective hydrolysis of cruciferins for production of potent mineral chelating peptides and napins purification to valorize total rapeseed meal proteins. Foods, 11(17), 2618. https://doi.org/10.3390/foods11172618
42. Kotecka-Majchrzak, K., Sumara, A., Fornal, E., & Montowska, M. (2020). Oilseed proteins – Properties and application as a food ingredient. Trends in Food Science & Technology, 106,
43. Kotecka‐Majchrzak, K., Sumara, A., Fornal, E., & Montowska, M. (2021). Proteomic analysis of oilseed cake: a comparative study of species‐specific proteins and peptides extracted from ten seed species. Journal of the Science of Food and Agriculture, 101(1), 297-306. https://doi.org/10.1002/jsfa.10643
44. Marczak, E. D., Usui, H., Fujita, H., Yang, Y., Yokoo, M., Lipkowski, A. W., & Yoshikawa, M. (2003). New antihypertensive peptides isolated from rapeseed. Peptides, 24(6), 791-798. https://doi.org/10.1016/S0196-9781(03)00174-8
45. Muranova, T. A., Zinchenko, D. V., Kononova, S. V., Belova, N. A., & Miroshnikov, A. I. (2017). Plant protein hydrolysates as fish fry feed in aquaculture. Hydrolysis of rapeseed proteins by an enzyme complex from king crab hepatopancreas. Applied Biochemistry and Microbiology, 53, 680-687. https://doi.org/10.1134/S0003683817060102
46. Östbring, K., Malmqvist, E., Nilsson, K., Rosenlind, I., & Rayner, M. (2019). The effects of oil extraction methods on recovery yield and emulsifying properties of proteins from rapeseed meal and press cake. Foods, 9(1), 19. https://doi.org/10.3390/foods9010019
47. Pan, M., Jiang, T. S., & Pan, J. L. (2011). Antioxidant activities of rapeseed protein hydrolysates. Food and Bioprocess Technology, 4, 1144-1152. https://doi.org/10.1007/s11947-009-0206-y
48. Perera, S. P., McIntosh, T. C., & Wanasundara, J. P. (2016). Structural properties of cruciferin and napin of Brassica napus (canola) show distinct responses to changes in pH and temperature. Plants, 5(3), 36. https://doi.org/10.3390/plants5030036
49. Pérez-Gálvez, R., Berraquero-García, C., Ospina-Quiroga, J. L., Espejo-Carpio, F. J., Almécija, M. C., Guadix, A., García-Moreno, J. P. & Guadix, E. M. (2024). Influence of In Vitro Digestion on Dipeptidyl Peptidase-IV (DPP-IV) Inhibitory Activity of Plant-Protein Hydrolysates Obtained from Agro-Industrial By-Products. Foods, 13(17), 2691. https://doi.org/10.3390/foods13172691
50. Raboanatahiry, N., Li, H., Yu, L., & Li, M. (2021). Rapeseed (Brassica napus): Processing, utilization, and genetic improvement. Agronomy, 11(9), 1776. http://dx.doi.org/10.3390/agronomy11091776
51. Sá, A. G. A., Moreno, Y. M. F., & Carciofi, B. A. M. (2020). Plant proteins as high-quality nutritional source for human diet. Trends in Food Science & Technology, 97, 170-184. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2020.01.011
52. Singh, R., Langyan, S., Sangwan, S., Rohtagi, B., Khandelwal, A., & Shrivastava, M. (2022). Protein for human consumption from oilseed cakes: A review. Frontiers in Sustainable Food Systems, 6, 856401. https://doi.org/10.3389/fsufs.2022.856401
53. Tang, H., Feng, G., Zhao, J., Ouyang, Q., Liu, X., Jiang, X., Den, M., Xie, Z., Chen, F., Zhou, X.,,Li R. & Yin, Y. (2024). Determination and Prediction of Amino Acid Digestibility in Rapeseed Cake for Growing-Finishing Pigs. Animals, 14(19), 2764. https://doi.org/10.3390/ani14192764
54. Turner, J. M., & Kodali, R. (2020). Should angiotensin-converting enzyme inhibitors ever be used for the management of hypertension?. Current Cardiology Reports, 22, 1-8. https://doi.org/10.1007/s11886-020-01352-8
55. Van Dijk, M., Morley, T., Rau, M. L., & Saghai, Y. (2021). A meta-analysis of projected global food demand and population at risk of hunger for the period 2010–2050. Nature Food, 2(7), 494-501. https://doi.org/10.1038/s43016-021-00322-9
56. Vioque, J., Sánchez-Vioque, R., Clemente, A., Pedroche, J., & Millán, F. (2000). Partially hydrolyzed rapeseed protein isolates with improved functional properties. Journal of the American Oil Chemists' Society, 77, 447-450. https://doi.org/10.1007/s11746-000-0072-y
57. Volk, C., Brandsch, C., Schlegelmilch, U., Wensch-Dorendorf, M., Hirche, F., Simm, A., ... & Stangl, G. I. (2020). Postprandial metabolic response to rapeseed protein in healthy subjects. Nutrients, 12(8), 2270. https://doi.org/10.3390/nu12082270
58. Wanasundara, J. P. (2011). Proteins of Brassicaceae oilseeds and their potential as a plant protein source. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 51(7), 635-677. https://doi.org/10.1080/10408391003749942
59. Wanasundara, J. P., Kapel, R., & Albe-Slabi, S. (2024). Proteins from canola/rapeseed - current status. In Sustainable protein sources (pp. 285-309). Academic Press. https://doi.org/10.1016/B978-0-323-91652-3.00004-6
60. Wang, H., Huang, J., Yang, M., Zhou, Y., Yin, J., Yan, Y., & Xie, N. (2023). A novel zinc-chelating peptide identified from rapeseed (Brassica napus) protein hydrolysate: insights into its zinc-binding sites by density functional theory. International Journal of Food Science and Technology, 58(10), 5203-5213. https://doi.org/10.1111/ijfs.16622
61. Wang, L., Zhang, J., Yuan, Q., Xie, H., Shi, J., & Ju, X. (2016). Separation and purification of an anti-tumor peptide from rapeseed (Brassica campestris L.) and the effect on cell apoptosis. Food & function, 7(5), 2239-2248. https://doi.org/10.1039/C6FO00042H
62. Wang, Q., Dong, X., Castañeda-Reyes, E. D., Wu, Y., Zhang, S., Wu, Z., Wang, Z., Dai L., Xu, B. & Xu, F. (2024). Chitosan and sodium alginate nanocarrier system: Сontrolling the release of rapeseed-derived peptides and improving their therapeutic efficiency of anti-diabetes. International Journal of Biological Macromolecules, 265, 130713. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2024.130713
63. Wang, Y., Cao, K., Li, H., Sun, H., & Liu, X. (2022). Improvement of active peptide yield, antioxidant activity and anti-aging capacity of rapeseed meal fermented with YY-112 pure fermentation and co-fermentation. Food Bioscience, 49, 101938. https://doi.org/10.1016/j.fbio.2022.101938
64. Wang, Y., Li, Y., Ruan, S., Lu, F., Tian, W., & Ma, H. (2021). Antihypertensive effect of rapeseed peptides and their potential in improving the effectiveness of captopril. Journal of the Science of Food and Agriculture, 101(7), 3049-3055. https://doi.org/10.1002/jsfa.10939
65. Wang, Y., Sun, H., & Liu, X. (2022). A novel fermented rapeseed meal, inoculated with selected protease-assisting screened B. subtilis YY-4 and L. plantarum 6026, showed high availability and strong antioxidant and immunomodulation potential capacity. Foods, 11(14), 2118. https://doi.org/10.3390/foods11142118
66. Wnukowski, P., Veerman, C., & Smolders, G. J. F. (2015). U.S. Patent Application No. 14/234,741.
67. Woźniak, E., Waszkowska, E., Zimny, T., Sowa, S., & Twardowski, T. (2019). The rapeseed potential in Poland and Germany in the context of production, legislation, and intellectual property rights. Frontiers in plant science, 10, 1423. https://doi.org/10.3389/fpls.2019.01423
68. Xie, H., Wang, Y., Zhang, J., Chen, J., Wu, D., & Wang, L. (2015). Study of the fermentation conditions and the antiproliferative activity of rapeseed peptides by bacterial and enzymatic cooperation. International Journal of Food Science & Technology, 50(3), 619-625. https://doi.org/10.1111/ijfs.12682
69. Xu, F., Mejia, E. G. D., Chen, H., Rebecca, K., Pan, M., He, R., ... & Ju, X. (2020). Assessment of the DPP‐IV inhibitory activity of a novel octapeptide derived from rapeseed using Caco‐2 cell monolayers and molecular docking analysis. Journal of Food Biochemistry, 44(10), e13406. https://doi.org/10.1111/jfbc.13406
70. Xu, F., Wang, L., Ju, X., Zhang, J., Yin, S., Shi, J., He, R. & Yuan, Q. (2017). Transepithelial transport of YWDHNNPQIR and its metabolic fate with cytoprotection against oxidative stress in human intestinal Caco-2 cells. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 65(10), 2056-2065. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.6b04731
71. Xu, F., Yao, Y., Xu, X., Wang, M., Pan, M., Ji, S., Wu, J,, Jiang, D., Ju X. & Wang, L. (2019). Identification and quantification of DPP-IV-inhibitory peptides from hydrolyzed-rapeseed-protein-derived napin with analysis of the interactions between key residues and protein domains. Journal of agricultural and food chemistry, 67(13), 3679-3690. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.9b01069
72. Yang, F., Huang, J., He, H., Ju, X., Ji, Y., Deng, F., Wang, Z. & He, R. (2023). Study on the hypolipidemic activity of rapeseed protein-derived peptides. Food Chemistry, 423, 136315. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2023.136315
73. Yao, M., Xu, F., Yao, Y., Wang, H., Ju, X. & Wang, L. (2022). Assessment of novel oligopeptides from rapeseed napin (Brassica napus) in protecting HepG2 cells from insulin resistance and oxidative stress. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 70(39), 12418-12429. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.2c03718
74. Yao, M., Yao, Y., Qin, B., Pan, M., Ju, X., Xu, F. & Wang, L. (2022). Screening and identification of high bioavailable oligopeptides from rapeseed napin (Brassica napus) protein-derived hydrolysates via Caco-2/HepG2 co-culture model. Food Research International, 155, 111101. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2022.111101
75. You, H., Zhang, Y., Wu, T., Li, J., Wang, L., Yu, Z., Liu, J, Liu, X. & Ding, L. (2022). Identification of dipeptidyl peptidase IV inhibitory peptides from rapeseed proteins. Lwt, 160, 113255. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2022.113255
76. Zhang, M., Yan, Z., Bu, L., An, C., Wang, D., Liu, X., Zhang, J.,Yang, W., Deng, B., Xie, J. & Zhang, B. (2018). Rapeseed protein-derived antioxidant peptide RAP alleviates renal fibrosis through MAPK/NF-κB signaling pathways in diabetic nephropathy. Drug design, development and therapy, 1255-1268. https://doi.org/10.2147/dddt.s162288
77. Zhang, Z., He, S., Liu, H., Sun, X., Ye, Y., Cao, X., Wu, Z. & Sun, H. (2020). Effect of pH regulation on the components and functional properties of proteins isolated from cold-pressed rapeseed meal through alkaline extraction and acid precipitation. Food Сhemistry, 327, 126998. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2020.126998
78. Zhao, Q., Xu, H., Hong, S., Song, N., Xie, J., Yan, Z., Wang, P., Yang, P. & Jiang, X. (2018). Rapeseed protein-derived antioxidant peptide RAP ameliorates nonalcoholic steatohepatitis and related metabolic disorders in mice. Molecular Pharmaceutics, 16(1), 371-381. https://doi.org/10.1021/acs.molpharmaceut.8b01030
Рецензия
Для цитирования:
Чернуха И.М., Тихонов С.Л., Дегтярев И.А., Фоменко И.А., Детинкин И.А. Функциональные свойства гидролизатов белков рапса: систематический обзор биологической активности и областей применения. Хранение и переработка сельхозсырья. 2025;33(2). https://doi.org/10.36107/spfp.2025.2.656
For citation:
Chernukha I.M., Tikhonov S.L., Degtyarev I.A., Fomenko I.A., Detinkin I.A. Functional Properties of Rapeseed Protein Hydrolysates: A Systematic Review of Their Biological Activity and Applications. Storage and Processing of Farm Products. 2025;33(2). https://doi.org/10.36107/spfp.2025.2.656