Ферментативная активность Acinetobacter Radioresistens при культивировании на вторичном растительном сырье

Введение: Особое внимание исследователей уделяется снижению объема и переработке пищевых отходов. Богатый химический состав и доступность делают рапсовый жмых и соевый шрот перспективными источниками питательных веществ. Данное вторичное сырье может быть использовано для культивирования микроорганизмов с целью получения ценных биологически активных соединений и продуктов с высокой добавленной стоимостью.

Цель: Исследовать ферментативную активность бактериального изолята Acinetobacter radioresistens при культивировании на вторичном растительном сырье, а также проанализировать содержание сахаров и жирно-кислотный состав в процессе культивирования.

Материалы и методы: Объектами исследования являлись рапсовый жмых, соевый шрот и бактериальный изолят Acinetobacter radioresistens, выделенный из пшеничных отрубей. Культивирование A. radioresistens на вторичном растительном сырье проводили глубинным способом при гидромодуле 1:9, температуре (28±1) ℃ и частотой вращения платформы шейкера 180 об/мин в течение 6 суток. Отбор проб проводили на 1, 2, 3 и 6 сут культивирования. В образцах растительно-микробной биомассы, состоящих из ферментированных образцов рапсового жмыха или соевого шрота и клеток A. radioresistens, определяли рН (потенциометрическим методом) и профиль жирных кислот (методом газовой хроматографии). Для определения концентрации белка (методом Лоури), протеолитической и фитазной активностей (фотоколориметрическим методом), содержания сахаров и глюкозамина (методом высокоэффективной жидкостной хроматографии) использовали супернатант, полученный после центрифугирования растительно-микробной биомассы при скорости вращения ротора 8000 об/мин в течение 20 мин.

Результаты: При культивировании A. radioresistens на рапсовом жмыхе в большей степени проявлялась активность щелочных протеаз. Максимальная протеолитическая активность составила (133,71±6,69) ед/см3 на 1 сут культивирования. При культивировании A. radioresistens на соевом шроте преобладала активность нейтральных протеаз. Максимальная протеолитическая активность составила (121,00±6,05) ед/см3 на 3 сут культивирования. Помимо протеолитической активности бактериальный изолят A. radioresistens на соевом шроте проявлял фитазную активность. В отобранных образцах культуральной жидкости содержание глюкозамина и других сахаров было выше при использовании соевого шрота в качестве субстрата. В результате анализа жирно-кислотного состава выявлены жирные кислоты с длиной алкильной цепи от С8 до С24 атомов углерода. 

Выводы: Экспериментальные данные, полученные в результате культивирования A. radioresistens на вторичном растительном сырье, могут быть использованы для получения биологически активных соединений и кормовых продуктов для сельскохозяйственных животных, а также представляют интерес для перерабатывающей промышленности при разработке способов высокоэффективной переработки растительных отходов с помощью биотехнологических процессов.

1. Анашкина, И. И., Кравцова, Е. В., & Портнова, А.В. (2023). Получение микробных протеолитических препаратов для переработки отходов зернового производства. Вестник Пермского национального исследовательского политехнического университета. Химическая технология и биотехнология, (2), 64–80.

2. Ланцева, Н. Н., Смирнов, П. Н., Швыдков, А. Н., Рябуха, Л. А., Усова, Т. В., & Мартыщенко, А. Е. (2016). Сравнительная биологическая характеристика МКД разных серий, приготовленных к использованию в бройлерном птицеводстве. Вестник НГАУ (Новосибирский государственный аграрный университет), 4(41), 40–47.

3. Свердлова, О. П., Шарова, Н. Ю., Причепа, А. О., Лоскутов, С. И., & Принцева, А. А. (2022). Идентификация аборигенной микрофлоры пшеничных отрубей: бактериальные изоляты - потенциальные промышленные продуценты. Хранение и переработка сельхозсырья, (3), 78–92. https://doi.org/10.36107/spfp.2022.294

4. Arrutia, F., Binner, E., Williams, P., & Waldron, K. W. (2020). Oilseeds beyond oil: Press cakes and meals supplying global protein requirements. Trends in Food Science & Technology, 100, 88–102. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2020.03.044

5. Barut, M., Tansi, L. S., Diraz-Yıldırım, E., & Karaman, S. (2022). Seed and fruit fatty acid compositions of Crambe orientalis and Crambe tataria oils collected from three different provinces in Turkey. Journal of Agriculture and Nature, 25(Suppl 2), 452–461. https://doi.org/10.18016/ksutarimdoga.vi.1004020

6. Bond, J. S. (2019). Proteases: History, discovery, and roles in health and disease. Journal of Biological Chemistry, 294(5), 1643–1651. https://doi.org/10.1074/jbc.TM118.004156

7. Buck, S. P., Pegg, R. B., & Tyl, C. (2022). Oxidative stability of oil obtained from a low-erucic acid pennycress (Thlaspi arvense L.) mutant with potential for food use. European Journal of Lipid Science and Technology, 124(7), 2200053. https://doi.org/10.1002/ejlt.202200053

8. Dahal, U., Paul, K., & Gupta, S. (2023). The multifaceted genus Acinetobacter: From infection to bioremediation. Journal of Applied Microbiology, 134(8), 1–18. https://doi.org/10.1093/jambio/lxad145

9. de Oliveira Costa, L. E., Ribeiro Corrêa, T. L., Teixeira, J. A., de Araújo, E. F., & de Queiroz, M. V. (2018). Endophytic bacteria isolated from Phaseolus vulgaris produce phytases with potential for biotechnology application. Brazilian Journal of Biological Sciences, 5(11), 657–671. https://doi.org/10.21472/bjbs.051105

10. Gocheva, Y., Engibarov, S., Lazarkevich, I., & Eneva, R. (2023). Phytases – Types, sources, and factors affecting their activity. Acta Microbiologica Bulgarica, 39(3), 249–263. https://doi.org/10.59393/amb23390305

11. Joudaki, H., Aria, N., Moravej, R., Yazdi, M. R., Emami‑Karvani, Z., & Hamblin, M. R. (2023). Microbial phytases: Properties and applications in the food industry. Current Microbiology, 80, 374. https://doi.org/10.1007/s00284-023-03471-1

12. Konuskan, D. B., Arslan, M., & Oksuz, A. (2019). Physicochemical properties of cold pressed sunflower, peanut, rapeseed, mustard and olive oils grown in the Eastern Mediterranean region. Saudi Journal of Biological Sciences, 26(2), 340–344. https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2018.04.005

13. Liu, L., Liu, Y., Shin, H.-d., Chen, R., Li, J., Du, G., & Chen, J. (2013) Microbial production of glucosamine and N-acetylglucosamine: Advances and perspectives. Applied Microbiology and Biotechnology, 97, 6149–6158. https://doi.org/10.1007/s00253-013-4995-6

14. Liu, Y., Wang, W., Shah, S. B., Zanaroli, G., Xu, P., & Tang H. (2020). Phenol biodegradation by Acinetobacter radioresistens APH1 and its application in soil bioremediation. Applied Microbiology and Biotechnology, 104(1), 427–437. https://doi.org/10.1007/s00253-019-10271-w

15. Ohmori, H., Fujii, K., Kadochi, Y., Mori, S., Nishiguchi, Y., Fujiwara, R., Kishi, S., Sasaki, T., & Kuniyasu, H. (2017). Elaidic acid, a trans-fatty acid, enhances the metastasis of colorectal cancer cells. Pathobiology, 84(3), 144–151. https://doi.org/10.1159/000449205

16. Ozdal, T., & Omeroglu, P. Y. (2021). Investigation of fatty acid composition including trans fatty acids and erucic acid in selected salty snack foods. Journal of Food Processing and Preservation, 45(10), e15791. https://doi.org/10.1111/jfpp.15791

17. Pirog, T. P., Lutsai, D. A., & Muchnyk, F. V. (2021). Biotechnological potential of the Acinetobacter genus bacteria. Mikrobiolohichnyi Zhurnal, 83(3), 92–109. https://doi.org/10.15407/microbiolj83.03.092

18. Sadh, P. K., Kumar, S., Chawla, P., & Duhan, J. S. (2018). Fermentation: A boon for production of bioactive compounds by processing of food industries wastes (by-products). Molecules, 23(10), 2560. https://doi.org/10.3390/molecules23102560

19. Senyilmaz-Tiebe, D., Pfaff, D. H., Virtue, S., Schwarz, K. V., Fleming, T., Altamura, S., Muckenthaler, M. U., Okun, J. G., Vidal-Puig, A., Nawroth, P., & Teleman, A. A. (2018). Dietary stearic acid regulates mitochondria in vivo in humans. Nature Communications, 9, 3129. https://doi.org/10.1038/s41467-018-05614-6

20. Soghandi, B., & Salimi, F. (2023). Study on amendment of rapeseed meal, soybean meal, and NPK fertilizer as biostimulants in bioremediation of diesel-contaminated soil by autochthonous microorganisms. Soil and Sediment Contamination: An International Journal, 1–21. https://doi.org/10.1080/15320383.2023.2211676

21. Solanki, P., Putatunda, C., Kumar, A., Bhatia, R., & Walia, A. (2021). Microbial proteases: Ubiquitous enzymes with innumerable uses. 3 Biotech, 11, 428. https://doi.org/10.1007/s13205-021-02928-z

22. Song, P., Zhang, X., Wang, S., Xu, W., Wang, F., Fu, R., & Wei, F. (2023). Microbial proteases and their applications. Frontiers in Microbiology, 14, 1236368. https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.1236368

23. Sousa, D., Salgado, J. M., Cambra-López, M., Dias, A., & Belo, I. (2023). Biotechnological valorization of oilseed cakes: Substrate optimization by simplex centroid mixture design and scale-up to tray bioreactor. Biofuels, Bioproducts and Biorefining, 17(1), 121–134. https://doi.org/10.1002/bbb.2428

24. Sousa, D., Salgado, J. M., Cambra-López, M., Dias, A., & Belo, I. (2023). Bioprocessing of oilseed cakes by fungi consortia: Impact of enzymes produced on antioxidants release. Journal of Biotechnology, 364, 5–12. https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2023.01.008

25. Sousa, D., Simões, L., Oliveira, R., Salgado, J. M., Cambra-López, M., Belo, I., & Dias, A. (2023). Evaluation of biotechnological processing through solid-state fermentation of oilseed cakes on extracts bioactive potential. Biotechnology Letters, 45, 1293–1307. https://doi.org/10.1007/s10529-023-03417-4

26. Tatta, E. R., Imchen, M., Moopantakath, J., & Kumavath, R. (2022). Bioprospecting of microbial enzymes: current trends in industry and healthcare. Applied Microbiology and Biotechnology, 106, 1813–1835. https://doi.org/10.1007/s00253-022-11859-5

27. Thapa, S., Li, H., OHair, J., Bhatti, S., Chen, F.- C., Nasr, K. A., Johnson, T., & Zhou, S. (2019). Biochemical characteristics of microbial enzymes and their significance from industrial perspectives. Molecular Biotechnology, 61, 579–601. https://doi.org/10.1007/s12033-019-00187-1

28. van Rooijen, M. A., & Mensink, R. P. (2020). Palmitic acid versus stearic acid: Effects of interesterification and intakes on cardiometabolic risk markers – A systematic review. Nutrients, 12(3), 615. https://doi.org/10.3390/nu12030615

29. Wang, S., Hu, Y., & Wang, J. (2018). Biodegradation of typical pharmaceutical compounds by a novel strain Acinetobacter sp. Journal of Environmental Management, 217, 240–246. https://doi.org/10.1016/j.jenvman.2018.03.096

30. Wongsirichot, P., Gonzalez-Miquel, M., & Winterburn, J. (2022). Recent advances in rapeseed meal as alternative feedstock for industrial biotechnology. Biochemical Engineering Journal, 180, 108373. https://doi.org/10.1016/j.bej.2022.108373

31. Yang, Y., Wang, J., Yao, M., Li, X., Lu, X., He, J., Zhang, H., Tian, B., & Zhou, J. (2023). An update on the review of microbial synthesis of glucosamine and N-acetylglucosamine. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 39, 93. https://doi.org/10.1007/s11274-023-03531-5

32. Yang, Z. -H., Pryor, M., Noguchi, A., Sampson, M., Johnson, B., Pryor, M., Donkor, K., Amar, M., & Remaley, A. T. (2019). Dietary palmitoleic acid attenuates atherosclerosis progression and hyperlipidemia in low-density lipoprotein receptor-deficient mice. Molecular Nutrition & Food Research, 63(12), 1900120. https://doi.org/10.1002/mnfr.201900120